Un protocole d'échantillonnage optimal pour une analyse PCR dépend du type d'organisme ciblé, de la question scientifique posée (s'agit-il d'estimer la biodiversité globale, de détecter des espèces précises...) ainsi que de contraintes statistiques, logistiques et financières.
Idéalement, une stratégie d'échantillonnage maximise le signal biologique tout en minimisant l'effort d'échantillonnage. Les échantillons collectés doivent être le plus représentatifs possible de l'écosystème étudié : ceci implique la détermination préalable des différents habitats en place et la réalisation de réplicats biologiques. De plus, l'étendue de la zone à échantillonner ainsi que la résolution d'échantillonnage sont des paramètres importants à prendre en compte.
L'échantillonnage peut être systématique, lorsqu'il existe des gradients environnementaux ou que l'objectif est d'analyser l'influence des distances, ou bien aléatoire. Dans le cas d'un environnement hétérogène, la discrétisation en unité et un échantillonnage stratifié peuvent permettre d'augmenter la représentativité des échantillons collectés. Toutes les unités échantillonées doivent être collectées dans des conditions standardisées pour être comparables.
Enfin, il faut se demander quel volume de sol est optimal pour l'extraction d'ADN, et si ce volume provient d'un point de prélèvement unique ou du pool de plusieurs points de prélèvement. Le sol peut également faire l'objet d'un tamisage : la fraction passante sera enrichie en particules inorganiques et microorganismes, tandis que la fraction retenue sera plutôt utile pour l'étude de la méiofaune et sera moins riche en substances inhibitrices de la réaction PCR (acides inorganiques et humiques). Un sol non tamisé sera plus approprié dans le cadre d'une étude taxonomique globale.
Pour déterminer l'ensemble de ces paramètres et aboutir à une stratégie d'échantillonnage optimale pour une analyse PCR, une étude pilote peut être conduite en amont.
Pour plus d'informations, n'hésitez pas à vous référer à l'ouvrage suivant : Taberlet P, Bonin A, Zinger L, Coissac E. (2018) Environmental DNA For Biodiversity Research and Monitoring. Oxford university Press.
